Efecto del glutatión sobre el crecimiento y la resistencia al estrés por altas temperaturas en el cangrejo de río (Litopenaeus vannamei)

 Procambarus clarkii, comúnmente conocido como cangrejo de río, es el mayor camarón de agua dulce cultivado en China, con una superficie de más de 1,28 millones de hm2 en 2019, una producción total de 2,0896 millones de t y un valor total de producción económica de 411.000 millones de yuanes[1] . 

Durante el cultivo y el transporte, los cangrejos de río están expuestos a diferentes formas de factores de estrés, como la temperatura del agua, la salinidad, el oxígeno disuelto, el amoníaco, el pH, el nitrito y la contaminación del agua[2]. Entre ellos, el estrés por altas temperaturas es el más común y perjudicial. La temperatura óptima de crecimiento del cangrejo de río es de 21 ~ 28 ℃ [3], los resultados de estudios anteriores muestran que la temperatura del agua por encima de 30 ℃ puede hacer que los organismos del cangrejo de río produzcan estrés, lo que resulta en trastornos fisiológicos del cangrejo de río [4], lo que lleva a una disminución significativa de su inmunidad y resistencia a las enfermedades [5]. Cómo evitar o aliviar los efectos adversos causados por el estrés por altas temperaturas y mejorar la resistencia al estrés del cangrejo de río es un problema urgente a resolver.

 

El glutatión, es decir, la γ-L-glutamil-L-cisteinilglicina (GSH), es un compuesto tripéptido biológicamente activo con grupos γ-glutamil y sulfhidrilo formado por la condensación peptídica del ácido L-glutámico, la L-cisteína y la glicina, y es un antioxidante natural. El glutatión es un antioxidante natural que puede mejorar la capacidad inmunitaria y antioxidante de los animales[6] . El glutatión existe en la naturaleza en forma de glutatión reducido (GSH) y glutatión oxidado (GSSG), siendo el glutatión reducido el principal ingrediente activo; por lo tanto, el glutatión suele denominarse glutatión reducido[7]. El GSH es un sustrato único para la glutatión peroxidasa y la glutatión transferasa en las células, y puede promover la síntesis de ambas para eliminar los peróxidos y los radicales de oxígeno. El GSH es un sustrato único para la glutatión peroxidasa y la glutatión transferasa en la célula, que puede promover la síntesis de ambas y eliminar los peróxidos y los radicales de oxígeno para mantener la función fisiológica normal de la célula[8] . El objetivo de este experimento era evaluar el efecto del GSH sobre la resistencia al estrés por altas temperaturas y el crecimiento del cangrejo de río, y proporcionar una base teórica para su aplicación industrial.

 

1 Materiales y métodos

1.1 Materiales experimentales

Los cangrejos de río se obtuvieron de la base experimental del Instituto de Investigación Pesquera del río Yangtze, en el lago Liangzi. Para el experimento se seleccionaron cangrejos de río sanos, vigorosos y uniformes con un peso corporal inicial de (7,74 ± 0,5) g. El glutatión reducido se adquirió en Shanghai Yuanye Biotechnology Co.

 

1.2 Experimentos de cría

El experimento de cultivo se dividió en 6 grupos, incluidos 5 grupos de aditivos y 1 grupo de control en blanco, cada uno con 3 grupos paralelos y 30 cangrejos de río en cada grupo paralelo. El grupo de control en blanco fue alimentado con pienso comercial (sin GSH), mientras que el grupo de aditivos fue alimentado con 0,06, 0,12, 0,18, 0,24, 0,3 g/kg de GSH en el pienso comercial. Las gambas experimentales se alimentaron con el 5,0% de su peso corporal tras 1 semana de cría temporal. Las gambas se alimentaron una vez al día, a las 8:00~8:30 y a las 19:00~19:30, y se cultivaron en agua de río local, con aporte continuo de oxígeno las 24 horas del día y eliminación oportuna de aguas residuales durante el periodo de cultivo. Antes de iniciar y después de finalizar el experimento de cultivo, se pesó cada grupo de camarones experimentales y se calcularon la tasa media de aumento de peso y el coeficiente de alimentación.

Tasa de ganancia de peso = ( masa de camarones al final del experimento - masa de camarones antes del experimento)/masa de camarones antes del experimento × 100% Coeficiente de alimentación = consumo de alimento/ganancia de peso

 

1.3 Experimentos de estrés y recogida y medición de muestras

Tras 6 semanas de alimentación, se inició el experimento de estrés por altas temperaturas. Cada grupo de camarones experimentales se colocó en una olla experimental con agua a 35℃ de temperatura durante 48 h. Durante el experimento de estrés, se aumentó continuamente el oxígeno y se redujo la interferencia humana. Antes (0 h) y 6, 12, 24 y 48 h después del estrés, se tomaron al azar 3 camarones de cada grupo paralelo para recoger hemolinfa, y se tomaron 9 muestras de cada grupo de concentración. Los camarones se recogieron rápidamente y la hemolinfa se recogió inmediatamente en la cavidad pericárdica con una jeringa de 1 mL y se anticoaguló con un volumen igual de solución de heparina sódica (0,02 g/mL). La hemolinfa se centrifugó a 10 000 r/min a 4 ℃.

Tras 10 min, el sobrenadante se almacenó a -80 ℃ para su uso posterior. Se determinaron la glutatión transferasa (GSH-T), la capacidad antioxidante total (T-AOC), la superóxido dismutasa total (T-SOD), la catalasa (CAT) y el malondialdehído (MDA) utilizando el kit del Instituto de Bioingeniería de Nanjing Jianjian.

 

1.4 Análisis de datos

Los datos se analizaron mediante ANOVA unidireccional y comparaciones múltiples de DUNCAN utilizando el programa SPSS 20.0[9] , y todos los resultados se expresan como media ± desviación estándar, con P < 0,05 indicando diferencias significativas.

 

2 Resultados y análisis

2.1 Efecto del glutatión en los índices antioxidantes de la hemolinfa del cangrejo de río (Litopenaeus vannamei)

Los resultados del ensayo de la glutatión transferasa (Tabla 1) mostraron que no había diferencias significativas en el contenido de GSH-T en la hemolinfa de los camarones experimentales en cada grupo experimental antes del estrés. El grupo con una concentración de 0,30 g/kg mostró un aumento significativo en el contenido de GSH-T en la hemolinfa en comparación con el grupo de control después de 6 h de estrés, mientras que el grupo con una concentración de 0,24 g/kg mostró un aumento significativo en el contenido de GSH-T en la hemolinfa en comparación con el grupo de control después de 12 h de estrés, y el efecto de GSH en GSH-T no fue significativo por debajo de la concentración de 0,24 g/kg. El efecto de GSH sobre GSH-T no fue significativo por debajo de esta concentración. En el grupo enriquecido, el contenido de GSH-T en la hemolinfa mostró una tendencia al aumento a partir de las 24 h después del estrés, y luego aumentó hasta el valor máximo a las 24 h, para luego disminuir y estabilizarse.

 

Los resultados de la capacidad antioxidante total (Tabla 2) mostraron que no había diferencias significativas en los niveles de T-AOC en la hemolinfa de las gambas experimentales de cada grupo antes del estrés. El grupo con una concentración de 0,30 g/kg mostró un aumento significativo de los niveles de T-AOC en la hemolinfa en comparación con el grupo de control después de 6 h de estrés, mientras que el grupo con una concentración de 0,24 g/kg mostró un aumento significativo de los niveles de T-AOC en la hemolinfa en comparación con el grupo de control después de 12 h de estrés, y el efecto del GSH sobre la T-AOC no fue significativo por debajo de esta concentración añadida. El efecto del GSH sobre la T-AOC no fue significativo por debajo de esta concentración. El contenido de T-AOC en la hemolinfa del grupo adicionado mostró una tendencia general a aumentar y luego a disminuir después del estrés, y alcanzó el valor más alto 12 h después del estrés.

 

Los resultados del ensayo de superóxido dismutasa total (Tabla 3) mostraron que no había diferencias significativas en los niveles de T-SOD en la hemolinfa de los camarones experimentales en los grupos de preestimulación. En comparación con el grupo de control, los niveles de T-SOD de los grupos de concentración de 0,24 g/kg y 0,30 g/kg aumentaron significativamente 6 h después del estrés.

En el grupo de 0,18 g/kg, el nivel de T-SOD aumentó significativamente a las 24 h del estrés, mientras que en los grupos de 0,06 g/kg y 0,12 g/kg, el nivel de T-SOD en la hemolinfa no fue significativamente diferente del del grupo de control. Los niveles de T-SOD en la hemolinfa de los grupos sometidos a estrés mostraron una tendencia general al aumento y posterior disminución tras el estrés, alcanzando un máximo a las 6 h del estrés y disminuyendo después a un nivel inferior al anterior al estrés a las 12 h. Los niveles de T-SOD en la hemolinfa de los grupos sometidos a estrés fueron significativamente superiores a los del grupo de control.

 

Los resultados del ensayo de catalasa (Tabla 4) mostraron que no había diferencias significativas en los niveles de CAT en la hemolinfa de los camarones de los grupos experimentales antes del estrés. En comparación con el grupo de control, los niveles de CAT en los grupos con concentraciones de 0,24 g/kg y 0,30 g/kg aumentaron significativamente 6 h después del estrés, mientras que los niveles de CAT en la hemolinfa de los grupos con concentraciones inferiores a 0,24 g/kg no fueron significativamente diferentes de los del grupo de control. Los niveles de CAT en la hemolinfa de todos los grupos experimentales mostraron una tendencia general a aumentar y luego disminuir después del estrés, y alcanzaron el máximo 12 h después del estrés, para luego volver a descender al nivel previo al estrés.

 

Los resultados del malondialdehído (Tabla 5) mostraron que no había diferencias significativas en los niveles de MDA en la hemolinfa de los camarones de los grupos experimentales antes del estrés. Los niveles de MDA en la hemolinfa de los camarones en todos los grupos experimentales mostraron una tendencia de aumento y luego disminución después del estrés, y alcanzaron el valor máximo 12 h después del estrés, y luego disminuyeron gradualmente y se estabilizaron. Los grupos con concentraciones de 0,24 g/kg y 0,30 g/kg mostraron una disminución significativa en los niveles de MDA 12 h después del estrés en comparación con el grupo control, y los niveles de MDA de los grupos con concentraciones de 0,12 g/kg y 0,18 g/kg mostraron una disminución significativa en los niveles de MDA 24 h después del estrés en comparación con el grupo control. Los niveles de MDA de los grupos de concentración de 0,12 g/kg y 0,18 g/kg fueron significativamente inferiores a los del grupo de control a las 24 h del estrés, y las diferencias no fueron significativas a las 48 h.

 

2.2 Efecto del glutatión en el crecimiento del cangrejo de río (Litopenaeus vannamei)

Los pesos corporales de los camarones experimentales de cada grupo se midieron al final del experimento de cultivo. Los resultados (Tabla 6) mostraron que, excepto en el grupo de 0,06 g/kg, la tasa de aumento de peso de los camarones experimentales no fue significativamente diferente de la del grupo de control, y todos los demás grupos de aditivos mostraron un aumento significativo de la tasa de aumento de peso; y los coeficientes de alimentación de los grupos de aditivos de 0,18, 0,24 y 0,30 g/kg fueron significativamente inferiores a los del grupo de control. El grupo de 0,30 g/kg presentó la mayor tasa de ganancia de peso y el menor coeficiente de alimentación.

 

3 Debate

3.1 Efecto del glutatión en la capacidad antioxidante del cangrejo de río (Procambarus clarkii)

El estrés animal genera cantidades excesivas de radicales reactivos del oxígeno (ROR), lo que provoca trastornos metabólicos en el organismo y afecta enormemente a la salud y el estado nutricional del animal. Las enzimas antioxidantes, como la glutatión sulfotransferasa, la glutatión reductasa, la superóxido dismutasa, la catalasa, etc., pueden eliminar el exceso de radicales libres, y el aumento de la actividad de estas enzimas antioxidantes puede ayudar a aliviar el estrés oxidativo causado por la oxidación de ácidos grasos poliinsaturados, el estrés nitrosativo, la inanición y los cambios de temperatura[10] . En este experimento, la alimentación con glutatión aumentó significativamente los niveles de enzimas antioxidantes en la hemolinfa de los cangrejos de río, lo que indica que se ha potenciado la capacidad antioxidante de los datos.El MDA es uno de los productos más importantes de la peroxidación lipídica de membrana, que puede provocar la reticulación y polimerización de macromoléculas vitales, como proteínas y ácidos nucleicos, por lo que tiene una fuerte citotoxicidad, que puede causar daños al organismo[11,12] .

 

Por lo tanto, la medición del MDA puede ayudar a comprender el grado de peroxidación de los lípidos de membrana y a evaluar el peligro de estrés oxidativo. En el presente experimento, la alimentación con glutatión redujo significativamente el nivel de MDA en la hemolinfa del cangrejo de río durante el estrés por altas temperaturas, lo que indica que el glutatión puede mejorar eficazmente la resistencia al estrés del organismo y reducir el daño oxidativo causado por el estrés por altas temperaturas. Los resultados de este experimento concuerdan con los de otros estudios sobre animales acuáticos. Según los datos de la investigación, la adición de glutatión a la dieta de la carpa herbívora (Ctenopharyngodon idellus) puede aumentar significativamente el nivel de glutatión hepático, la actividad de la glutatión peroxidasa y la actividad de la superóxido dismutasa, y mejorar la capacidad antioxidante, la inmunidad no específica y el rendimiento del crecimiento de la carpa herbívora [ 13 - 16 ]. En Oreochromis niloticus, la adición de 0,24 g/kg de glutatión aumentó significativamente la actividad glutatión transferasa hepática, la capacidad antioxidante total, la actividad superóxido dismutasa, la actividad catalasa, y redujo significativamente el contenido de malondialdehído [17]. El glutatión aumentó significativamente la actividad de las enzimas antioxidantes y la capacidad antioxidante total en el hepatopáncreas de Litopenae-us vannamei [18] y Haliotis discus hannai Ino [19].

 

3.2 Efecto del glutatión en el crecimiento del cangrejo de río (Procambarus clarkii)

Muchos estudios han demostrado que el glutatión tiene un efecto promotor del crecimiento en los animales acuáticos. Zhou Yanling[20] descubrió que la tasa de aumento de peso de Pelteobagrus ful- vidraco mostraba una tendencia a aumentar y luego a disminuir con el aumento de glutatión en la dieta, y los índices de crecimiento alcanzaban el máximo a 0,30 g/kg, que era significativamente superior al del grupo de control. La adición de glutatión a la dieta aumentó significativamente la tasa específica de crecimiento y la tasa de supervivencia de la carpa herbívora y redujo el coeficiente de alimentación, y la tasa específica de crecimiento fue máxima a 300 mg/kg, lo que supuso un 10,08% más que la del grupo de control [15]. Liu et al[21] demostraron que la adición de glutatión a la dieta basal del camarón Penaeus vannamei podía aumentar significativamente su ganancia de peso y su eficiencia de conversión alimenticia, y la tasa de supervivencia de todos los grupos era significativamente superior a la del grupo de control. La tasa máxima de aumento de peso se alcanzó cuando se añadió glutatión a la dieta a 0,18 g/kg.

 

El presente experimento también confirmó que la adición de glutatión a una concentración superior a 0,18 g/kg podía aumentar significativamente la tasa de crecimiento del cangrejo de río y reducir el coeficiente de cebo. Con respecto al mecanismo de promoción del crecimiento del glutatión, se ha demostrado que el glutatión puede regular al alza la expresión del factor de crecimiento similar a la insulina I y los genes de la hormona del crecimiento, y aumentar la secreción de la hormona del crecimiento, la hormona tiroidea y el factor de crecimiento similar a la insulina I, lo que puede promover el crecimiento de la tilapia[17,22,23] . Además de promover la secreción de la hormona del crecimiento, especulamos que el efecto promotor del crecimiento del glutatión también está relacionado con su efecto antiestrés. Según los resultados de estudios anteriores, los cangrejos de río consumen grandes cantidades de glucosa, proteínas y grasas para hacer frente a los efectos adversos del estrés por altas temperaturas[3] , pero el glutatión reduce eficazmente la respuesta de estrés del organismo, reduce el consumo de los nutrientes mencionados y promueve indirectamente la acumulación de nutrientes y el aumento de peso corporal. Es necesario seguir investigando el mecanismo de promoción del crecimiento del glutatión desde la perspectiva del metabolismo material y energético.

 

Referencias.

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¿Afecta la adición de glutatión a los vinos blancos secos?

 Los vinos blancos son claros y transparentes, de olor refrescante, aroma fuerte y ricos en nutrientes. El vino contiene componentes antioxidantes y compuestos fenólicos ricos, que pueden prevenir la aterosclerosis y la coagulación plaquetaria, proteger y mantener las funciones fisiológicas normales del sistema cardiovascular, proteger el corazón y prevenir los accidentes cerebrovasculares. El deterioro oxidativo de la mayoría de los vinos blancos se ha convertido en un problema bien conocido en la industria vinícola. Los vinos blancos son sensibles a la exposición al oxígeno, lo que provoca la pérdida de sus aromas característicos, el desarrollo de características atípicas de envejecimiento y cambios de color[1] . Los fenoles, especialmente el o-fenol, son responsables del pardeamiento oxidativo de los vinos[2] . El pardeamiento puede ser el resultado de la oxidación enzimática, que se produce principalmente durante la vinificación del vino, mientras que la oxidación no enzimática se produce principalmente durante el envejecimiento del vino[3] .

 

El SO2 se utiliza como antioxidante en el vino, principalmente para la escisión eficaz del peróxido de hidrógeno y los compuestos de o-quinona, y también puede formar aductos con compuestos carbonílicos, especialmente el acetaldehído[4] . Los sulfitos se consideran agentes eficaces para controlar las reacciones oxidativas del vino, pero son tóxicos y alergénicos[5] . En consecuencia, los vinos con niveles más bajos de sulfitos son aceptados por los consumidores que buscan una dieta más sana, y algunos productores de vino están intentando reducir el uso de SO2 en la elaboración del vino. Aunque la eliminación completa del SO2 no es factible, se pueden buscar sustitutos del SO2 para reducir su uso [6].

 

El glutatión (GSH) es un tripéptido formado por ácido glutámico, cisteína y glicina, que se encuentra de forma natural en muchas plantas, animales y microorganismos. El grupo sulfhidrilo de la cisteína es el lugar donde sus propiedades bioquímicas evitan la oxidación.7-9 Las principales funciones del GSH pueden resumirse como antioxidante, potenciador de la inmunidad y desintoxicante.10 Se ha demostrado que el GSH desempeña un papel importante en la biorreducción en los tejidos vivos. En los tejidos vivos, el GSH desempeña un papel clave en la biorreducción, el estrés antioxidante, la desintoxicación de xenobióticos y metabolitos tóxicos endógenos, la actividad enzimática y el metabolismo del azufre y el nitrógeno[11] . La adición de GSH permite el uso de dosis más bajas de SO2 en los vinos y, a diferencia del SO2, el GSH puede atrapar la o-quinona durante la oxidación, limitando la cantidad de pigmentos pardos[12-13] . Además, se ha demostrado que el efecto protector del GSH en los vinos blancos evita la pérdida de determinados fenoles, ésteres y terpenoides. Cuando el GSH está presente, las quinonas formadas durante la oxidación durante el almacenamiento y envejecimiento del vino reaccionan con él, y en ausencia de cantidades suficientes de GSH, las quinonas reaccionan con otros compuestos fenólicos, y esta reacción puede conducir a la formación de nuevos polímeros y taninos estructurales más grandes, con las consiguientes alteraciones en las propiedades organolépticas del vino, ya que estos fenoles, ésteres y terpenoides contribuyen de forma importante al agradable bouquet y a los sabores afrutados de los vinos blancos [14]. Estos fenoles, ésteres y terpenoides contribuyen de forma importante a los agradables aromas florales y afrutados de los vinos blancos [14-15]. En este experimento, se añadió GSH a los vinos blancos secos y se aceleró la oxidación a 50 ℃. Semanalmente se midieron los parámetros fisicoquímicos, el color y el contenido de fenoles monómeros de los vinos, y las muestras se compararon con las de los vinos sin adición de GSH para investigar el efecto del GSH en los vinos blancos secos. El efecto del GSH en los vinos blancos secos se investigó para proporcionar una base teórica para el almacenamiento de los vinos blancos.

 

1 Materiales y métodos

1.1 Materiales, reactivos e instrumentos

Vino blanco seco: Vino blanco seco Longan 2017, proporcionado por Noble Manor, Huailai, Hebei. La graduación alcohólica del vino era de 12 % vol, la acidez total de 7,11 g/L, el valor de pH de 3,63 y el azúcar reductor de 0,18 g/L.

Reactivos e insumos: NaOH, glucosa, Na2CO3, foraminol, ácido acético glacial, etc., todos analíticamente puros, Baoding Wanke Reagent Company; acetonitrilo y metanol, todos cromatográficamente puros, Shanghai Komeo Company; ácido gálico, ácido protocatechuico, ácido catechuico, ácido vanílico, ácido butírico, ácido coumálico, butiraldehído, ácido ferúlico, guaiacol, ácido benzoico, ácido salicílico y quercetina, Sigma Company, EE.UU..

Instrumentos: refractómetro digital, ATAGO, Japón; medidor de diferencia de color (CR-400), Konica Minolta; cromatógrafo líquido de alta resolución (detector UV 2489, automuestreador, estación de trabajo CLASS-VP), Waters, EE.UU.; desgasificador ultrasónico, Ningbo Xinzhi Bio-technology Co. Ltd.

 

1.2 Métodos experimentales

1.2.1 Manipulación de las muestras de vino

Pesar con precisión 30 mg de GSH estándar en 1,5 L de muestras de vino blanco, y dividir en 3 botellas de 500 mL cada una, y tomar 3 botellas de 500 mL de muestras de vino sin GSH como control. Las 6 botellas de muestras de vino se almacenaron en un termostato a 50 ℃, y las muestras se tomaron una vez cada 7 días para la determinación de diversos índices.

 

1.2.2 Determinación de indicadores físicos y químicos básicos

El pH se determinó con un pH-metro, los sólidos solubles con un refractómetro, el ácido total con una titulación de NaOH y los azúcares reductores con el método DNS.

 

1.2.3 Determinación de la diferencia de color

Los valores L*, a* y b* de las muestras se determinaron con un colorímetro. El valor L* representa el brillo (L*=0 para el negro, L*=100 para el blanco); el valor a* es el parámetro rojo-verde (+ para el rojo, - para el verde); y el valor b* es el parámetro amarillo-azul (+ para el amarillo, - para el azul)[16-17] . El experimento se repitió tres veces y las muestras se midieron con luz natural.

 

1.2.4 Determinación de sustancias fenólicas

1.2.4.1 Determinación de fenoles totales

Se utilizó el método colorimétrico del forintol.

 

1.2.4.2 Determinación de fenoles monoméricos

Se extrajeron 10 mL de la muestra de vino con 10 mL de acetato de etilo durante tres veces, y luego se combinaron las fases orgánicas, se concentraron hasta sequedad por evaporación rotatoria, y el residuo se disolvió en 3 mL de metanol para cromatografía, y se almacenó a -20 ℃, protegido de la luz, y luego se utilizó para el análisis de cromatografía líquida. El análisis cromatográfico de líquidos se basó en el método de Hou Lijuan[18-19] .

 

1.3 Análisis estadísticos

Todos los datos experimentales fueron la media de los resultados de tres repeticiones, y los resultados experimentales se expresaron como X ± DE. Para la estadística de datos y el ANOVA se utilizó el software Origin 8.6 o SPSS 17.0, y se emplearon el ANOVA y el análisis múltiple de varianza de Duncan (P < 0,05).

 

2 Resultados y análisis

2.1 Cambios en los indicadores físicos y químicos básicos

Los cambios en los parámetros fisicoquímicos de los vinos con el aumento del tiempo de almacenamiento se muestran en la Tabla 1. El contenido de sólidos solubles disminuyó ligeramente con el tiempo, pero no hubo diferencias significativas entre las muestras sin y con GSH. Los azúcares reductores disminuyeron con el tiempo tanto en las muestras sin GSH como en las muestras con GSH, lo que sugiere que el efecto del GSH sobre los azúcares reductores fue muy pequeño. Los valores de pH de los vinos con y sin adición de GSH no cambiaron significativamente con el tiempo de almacenamiento. El contenido de ácido total aumentó ligeramente con el tiempo, pero disminuyó significativamente con la adición de GSH, probablemente porque el GSH reaccionó con los ácidos orgánicos de las muestras, consumiendo algunos de los ácidos o inhibiendo la oxidación de alcoholes y aldehídos en ácidos. La relación entre el pH y la acidez total de las muestras de vino es la siguiente: los ácidos del vino se componen principalmente de ácidos orgánicos, es decir, ácidos tartárico, málico y cítrico procedentes de la uva, y ácidos succínico, láctico y acético procedentes de procesos, la mayoría de los cuales están presentes en estado libre, y unos pocos en forma de sales. La acidez total de un vino es la cantidad total de ácido libre en el vino, es decir, el ácido titulable, que no es una indicación directa de la acidez de un ácido en particular en el vino, sino sólo el estado en el que el ácido está presente. El valor del pH es el logaritmo negativo de la concentración de iones de hidrógeno e indica la concentración real de iones de hidrógeno. Los ácidos orgánicos del vino son todos ácidos orgánicos débiles y su capacidad para disociar iones de hidrógeno varía, por lo que el valor del pH del vino depende de la naturaleza de los ácidos orgánicos, de su contenido relativo y del estado del vino [20].

 

2.2 Variación de la diferencia de color

El color de los vinos blancos secos es un importante indicador organoléptico que influye en la aceptación de los consumidores. Son muchos los factores que influyen en el color de los vinos blancos secos. Cuando los vinos blancos secos se exponen al oxígeno (aire) en condiciones cálidas, se oxidan y adquieren un color más oscuro. Una vez que el vino se ha oxidado, el daño es irreparable, ya que las reacciones redox son irreversibles. El color de las muestras de vino cambió gradualmente de amarillo claro a marrón amarillento con el aumento del tiempo de almacenamiento, como lo demuestra la disminución del valor L* y el aumento de los valores a* y b* de la diferencia de color, como se muestra en las Figuras 1 a 3. Todos los valores de las muestras con GSH eran menores que los de las muestras sin GSH, y el color final era más claro. Se puede observar que el GSH puede reducir la tasa de cambio de color de las muestras de vino y tener un cierto efecto protector sobre el color de los vinos blancos secos.

 

2.3 Cambios en los fenoles (Figura 3)

2.3.1 Cambios en los fenoles totales

Los fenoles del vino son compuestos que contienen grupos fenólicos en su estructura molecular. Los fenólicos son componentes importantes del vino, que no sólo contribuyen a las propiedades organolépticas del vino, como el color, el sabor y la astringencia, sino que también tienen importantes propiedades antioxidantes, incluyendo la eliminación de radicales libres y la quelación con metales[21-22] . Los cambios en los fenoles totales se muestran en la Fig. 4. El contenido total de fenoles de las muestras de vino disminuyó con el tiempo, y aún más en las muestras de vino sin GSH. Los fenoles se oxidan fácilmente y la adición de GSH los protege de la oxidación.

 

2.3.2 Cambios en los fenoles monoméricos

Existe una gran variedad de fenoles monómeros en el vino, como flavanoles, flavonoles, ácidos hidroxicinámicos, etc. Tienen diversas actividades biológicas y son uno de los productos naturales más importantes. En este estudio, sólo se analizaron varios tipos de fenoles monómeros con alto contenido en vino.

 

2.3.2.1 Flavanoles

Los flavanoles son los fenoles más abundantes en el vino, le confieren amargor y estructura, y se introducen en el vino durante la vinificación a través de la maceración de las semillas y el orujo de uva[23] . Las catequinas son fenoles flavanólicos típicos[24] . En la figura 5 se muestra la variación de catequinas en las muestras de vino. El contenido de catequinas disminuyó con el tiempo, y el ritmo de disminución fue más rápido en las muestras sin GSH que en las muestras con GSH.

 

2.3.2.2 Flavonoles

Las cromograninas del vino se combinan con los flavonoles para dar colores azul-púrpura y naranja-amarillo al vino. La quercetina es uno de los flavonoles, y se ha estudiado que la quercetina tiene un mejor efecto de color complementario en el vino que otros flavonoles[25] . En la figura 6 se muestra la variación de la quercetina en las muestras de vino. El contenido de quercetina disminuyó con el tiempo en ambas muestras con y sin la adición de GSH. La disminución del contenido de quercetina también puede ser una razón para el oscurecimiento de las muestras de vino.

 

2.3.2.3 Ácidos hidroxicinámicos

Entre el 20% y el 25% de los ácidos fenólicos de las bayas de uva existen en forma libre, siendo los derivados del ácido hidroxicinámico los más abundantes, y desempeñan un papel importante en la decoloración oxidativa del vino. Algunos antocianósidos básicos se acetilan, cafeoilan y cumaroilan para formar más antocianósidos[26] , y a través de una serie de reacciones se forman estructuras más complejas de piranoantocianósidos y pigmentos poliméricos, que conducen al cambio de color del vino[27] . En la figura 7 se muestran los cambios del ácido cumárico en las muestras de vino. La cantidad de ácido cumárico aumentó lentamente y luego disminuyó con el tiempo. En las muestras de vino sin GSH, el contenido de ácido cumárico disminuyó primero, y la magnitud de la disminución fue mayor. El aumento del ácido cumárico puede ser el resultado de la descomposición de macromoléculas complejas, que luego se oxidan y su nivel disminuye. El GSH se oxida primero, por lo que el contenido de ácido cumárico es mayor en las muestras con GSH añadido.

 

3 Conclusiones

En este estudio se investigaron los efectos del GSH en vinos blancos secos mediante la adición de GSH a vinos blancos secos. Bajo la condición de alta temperatura que acelera la oxidación del vino blanco seco, el contenido de sólidos solubles y azúcares reductores disminuyó, el valor del pH no cambió significativamente, y el contenido de ácido total aumentó. La adición de GSH tuvo poco efecto sobre los índices fisicoquímicos básicos de los vinos, pero tuvo un efecto significativo sobre el contenido de ácido total; el GSH pudo proteger el color de los vinos blancos secos y ralentizar la tendencia a oscurecer el color de los vinos blancos secos; y tuvo un mayor efecto sobre el contenido de fenoles totales de los vinos. El GSH tiene un fuerte efecto sobre el contenido fenólico total del vino y, aunque la reacción química con los flavanoles, flavonoles y fenoles del ácido hidroxicinámico varía, es eficaz para ralentizar la reducción de los fenoles y prolongar el tiempo de almacenamiento de los vinos blancos secos.

 

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